Аквакультура — это динамично развивающаяся отрасль, имеющая значительный потенциал для решения продовольственных задач современности. Однако успешная реализация технологий выращивания водных организмов сопряжена с рядом существенных биотехнических проблем. Для нормального роста и развития рыб в условиях аквакультуры большое значение имеют живые корма с высокой пищевой ценностью и содержанием всех биологически необходимых компонентов [1–3]. Выращивание молодняка рыб без живых кормов или культивирование ракообразных без микроводорослей являются редкостью в коммерческой аквакультуре.

Методы обогащения артемий значительно повысили их пищевую ценность для многих видов рыб и способствовали расширению отрасли. Однако у некоторых видов все еще очевидны дефекты питания, а в других случаях тонкие различия, такие как снижение толерантности к низким температурам, наблюдаемое на ювенильных стадиях у рыб, объясняются плохим питанием на личиночных стадиях. С учетом растущего внимания к благополучию рыб и необходимости выращивать высококачественную рыбу как для аквакультурной промышленности, так и для целей зарыбления питание личинок будет по-прежнему оставаться основной областью исследований в области аквакультуры. Живой корм из ракообразных — артемий (Artemia salina) — может быть хорошей альтернативой сухим комбинированным кормам на начальных этапах выращивания рыбы [4][5].

Цель исследования — отработать технологию массового культивирования Artemia salina для получения цист и науплий для дальнейшего использования в качестве живых кормов.

Исследования проводились на базе аквакомплекса МАУ. Эксперимент проводили в 2 этапа: 1‑й заключался в апробации технологии культивирования с более высокой плотностью посадки и на меньшем объеме, 2‑й — в попытке довести популяцию до предвзрослой/взрослой стадии развития.

Выращивание Artemia salina проводилось в инкубаторе объемом 50 литров. Для культивирования артемии был выбран метод получения науплий путем инкубации цист.

Необходимая соленость достигалась путем добавления поваренной соли в отстоянную водопроводную воду. Для инкубационного аппарата готовили солевой раствор из расчета 30 г NaCl, обязательно не йодированной, на 1 л пресной воды. Перед закладкой яиц солевой раствор аэрировали с помощью компрессора, кислородный диск опускали в нижние слои раствора соли.

В день загрузки инкубатора проводилась декапсуляция цист при помощи гипохлорида натрия, 100 г цист заливалось 100–150 мл раствора и выдерживалось в течение 15–20 минут, после чего с поверхности убирались всплывшие скорлупки, а оставшиеся на дне декапсулированные цисты промывались и загружались в инкубатор. Плотность посадки цист — 2 г/л.

На протяжении всего цикла выращивания ежедневно проводились замеры показателей воды, очистка от невылупившихся цист и скорлупы, кормление сухой спирулиной (100 % молотая микроводоросль спирулина) с расчетом 0,05 г/л. Количество корма регулировалось по мере роста и увеличения численности рачков. Каждые 4 дня производили замену воды (2–5 л) [6].

Численность особей фиксировали каждый день. Количественная обработка проводилась с помощью камеры Богорова, микроскопа Биолаб МБС-10. Процент вылупления науплий определяли относительно их общего количества, выживаемость рачка определяли по соотношению подвижных и неподвижных особей.

Главным фактором в начале и на протяжении всего цикла развития артемии является температура воды, которая влияет на численность, биомассу, морфометрические показатели, переход от одной стадии развития к другой. В естественной среде обитания наиболее благоприятные условия для роста, развития и размножения артемии обеспечивает температурный диапазон от 25 до 27 °С. По литературным данным, температурный режим ниже 21 °С не может быть использован для культивирования живых стартовых кормов, так как при таких условиях наблюдается выклев только отдельных особей, отсутствует его массовость [7].

В ходе эксперимента изменения температуры воды при инкубации артемии колебались в узком диапазоне от 24,2 до 26,2 °C. Соленость воды при инкубации артемии была подвержена колебаниям в пределах 1–4 ‰. Эти колебания связаны с испарением воды и периодической заменой. Средний уровень солености поддерживали в диапазоне 30–35 ‰, что соответствует оптимальным условиям для инкубации артемии. Соленость ниже 20 ‰ значительно уменьшает процент выхода науплий, а слишком высокая соленость (выше 35 ‰) может вызывать стресс у цист. Несмотря на небольшие колебания, изменения солености не оказывали существенного влияния на процесс инкубации, однако для предотвращения резких скачков необходим строгий контроль параметров воды [8].

Как отмечают различные авторы, обычно выклев науплий начинается с 14–16 ч после загрузки цист в инкубатор и более активный процесс выхода наблюдается на протяжении 24–36 часов инкубации [9]. По результатам исследования, массовый выход науплий в промышленном инкубаторе был отмечен через 24 ч культивирования, что совпадает с имеющимися литературными данными по культивированию артемии. В ходе наблюдения за ростом были выявлены следующие размерные параметры рачков на стадиях развития [10]: цисты — 0,3 ± 0,03 мм (рис. 1); науплии — 2 ± 0,2 мм (рис. 2); метанауплии — 3 ± 0,3 мм (рис. 3); ювенильная стадия — 3,9 ± 0,39 мм (рис. 4); предвзрослая стадия — 8 ± 0,8 мм (рис. 5), взрослая артемия — 18 ± 1,8 мм (рис. 6).

По данным большинства литературных источников, авторы рекомендуют использовать для культивирования артемии небольшие плотности посадки — 2–3,0 г/л. Отдельные авторы отмечают, что наибольшее количество выклюнувшихся науплий получено в инкубаторах при плотности посадки 2,5 г/л, а значительное повышение плотности (до 14 мг/л) приводит к снижению уровня кислорода и повреждению особей [10]. Исходя из этого для эксперимента была выбрана минимальная из рекомендуемых плотность посадки цист — 2 г/л.

На первом этапе выращивания артемии наблюдается резкое снижение численности особей. Начальная численность популяции очень высока — около 4,65 млн особей на 50 литров воды (24.04.25 г.). В течение нескольких дней наблюдается резкое и экспоненциальное снижение численности: к 25.04 — 1,75 млн, 26.04 — 1,25 млн, 28.04 — 0,65 млн, 29.04 — 0,35 млн, 30.04 — 0,2 млн и далее до 0,1 млн и ниже (рис. 7).

К концу периода (05.05.25 г. — 13.05.25 г.) численность стабилизируется на уровне около 0,09–0,1 млн особей, что значительно ниже начального уровня. Такая динамика характерна для фазы быстрого сокращения популяции из-за высокой смертности на ранних стадиях развития артемии.

На следующем этапе наблюдается стабилизация и медленный спад численности. Во втором периоде численность артемии находится на низком уровне — около 0,1 млн особей на 50 литров. В течение периода наблюдается небольшая, но устойчивая положительная динамика: численность постепенно падает с 0,1 млн до 0,075 млн особей (рис. 8).

Это свидетельствует о выходе популяции из фазы стремительного снижения численности и переходе к фазе стабилизации и медленного спада, возможно, благодаря улучшению условий среды или адаптации популяции. Такая динамика типична для моделей популяционной динамики, где после пика численности следует спад из-за ограничений среды, а затем возможна адаптация и восстановление популяции.

Выращенная артемия была использована при кормлении личинок африканского клариевого сома (Clarias gariepinus) и нильской тилапии (Oreochromis niloticus) на ранней стадии развития. На момент исследования личинки уже активно плавали, у большей части отсутствовал желточный мешок. Визуально отметили, что такие личинки избегали света. Изначально кормление осуществляли сухим комбикормом, при котором часто отмечали случаи гибели личинок. Отмечено, что личинки рыб более активно реагировали на рачков артемии. Это может объясняться тем, что живой корм больше соответствует биологическим потребностям личинок, в то время как искусственные корма не способствуют быстрому росту на старте из-за неготовности пищеварительной системы переваривать и усваивать компоненты сухого корма в полной мере.

Опыт выращивания жаброногого рачка Artemia salina на кафедре биологии и биоресурсов показал, что этот процесс несложен и укладывается в небольшую последовательную схему действий, при помощи которой можно стабильно получать жизнеспособных особей. Наиболее оптимальный температурный режим для артемии составляет 25 °С. Данной температуры и интенсивной освещенности вполне достаточно для того, чтобы достичь синхронного массового выклева науплий оптимальных размеров. Успешно проведена декапсуляция артемии — 70 % выклева, и на 29-е сутки получены взрослые особи максимальной длины — 18 мм, у которых уже начинают развиваются яйцевые мешки с цистами. Artemia salina является одним из эффективных стартовых кормов для личинок африканского клариевого сома и нильской тилапии, переходящих на внешнее питание. Использование живых кормов на начальных этапах развития рыб помогает обеспечить нормальный и быстрый рост, формирование пищеварительной системы и укрепление иммунитета мальков и личинок.

Шохалова Вероника Сергеевна — сбор, анализ, интерпретация полученных данных.

Кравец Петр Петрович — окончательная доработка версии работы, которая будет направлена на рассмотрение возможности опубликования.

Абрашкина Александра Викторовна — написание статьи и ее редактирование с целью повышения ее научной значимости.

Иванова Анастасия Викторовна — написание статьи и ее редактирование с целью повышения ее научной значимости.

Абрашкин Александр Владимирович — существенный вклад в разработку концепции и дизайн.

Veronika S. Shokhalova — data collection, analysis, and interpretation.

Petr P. Kravets — revision of the manuscript before its publication.

Alexandra V. Abrashkina — manuscript writing and editing with the introduction of valuable scientific content.

Anastasia V. Ivanova — manuscript writing and editing with the introduction of valuable scientific content.

Alexander V. Abrashkin — significant contribution to the development of research concept and design.